Идентификация генов, мРНК которых подвергаются альтернативному сплайсингу в результате действия эндонуклеазы EndoG в CD4+ Т-лимфоцитах человека, мыши и крысы

##plugins.themes.bootstrap3.article.sidebar##

pdf (English) html html (English)
Опубликован: Jun 30, 2020
DOI: https://doi.org/10.18097/BMCRM00128
Ключевые слова:
лимфоциты; EndoG; альтернативный сплайсинг; секвенирование

##plugins.themes.bootstrap3.article.main##

Д.Д. Жданов
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии им. В.Н. Ореховича, 119121, Москва, ул. Погодинская, 10; Российский университет дружбы народов (Университет РУДН), 117198, Москва, ул. Миклухо-Маклая, 6
Н.С. Новачлы
Российский университет дружбы народов (Университет РУДН), 117198, Москва, ул. Миклухо-Маклая, 6
М.В. Покровская
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии им. В.Н. Ореховича, 119121, Москва, ул. Погодинская, 10
С.С. Александрова
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии им. В.Н. Ореховича, 119121, Москва, ул. Погодинская, 10
Т.А. Кабардоков
Российский университет дружбы народов (Университет РУДН), 117198, Москва, ул. Миклухо-Маклая, 6
Н.Н. Соколов
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии им. В.Н. Ореховича, 119121, Москва, ул. Погодинская, 10

Аннотация

Целью работы явилась идентификация генов, мРНК которых подвергается альтернативному сплайсингу в результате действия апоптотической эндонуклеазы EndoG в нормальных CD4+ Т-лимфоцитах человека, мыши и крысы. С целью индукции EndoG, лимфоциты трансфицировали плазмидой, содержащей ген EndoG, контрольной плазмидой pGFP или инкубировали с цисплатином. Оценивали эффективность трансфекции, количество клеток с повреждением ДНК и уровень мРНК EndoG. Тотальную мРНК клеток секвенировали и оценивали изменение уровней сплайс-вариантов различных генов. Обнаружили изменение пропорции сплайс-вариантов мРНК 28 генов в лимфоцитах человека, мыши и крысы, как в клетках, трансфицированных геном EndoG, так и в клетках, инкубированных с цисплатином. Следовательно, EndoG принимает участие в модуляции альтернативного сплайсинга мРНК идентифицированных генов.

##plugins.themes.bootstrap3.article.details##

Как цитировать
Жданов D., Новачлы N., Покровская M., Александрова S., Кабардоков T., & Соколов N. (2020). Идентификация генов, мРНК которых подвергаются альтернативному сплайсингу в результате действия эндонуклеазы EndoG в CD4+ Т-лимфоцитах человека, мыши и крысы. Biomedical Chemistry: Research and Methods, 3(2), e00128. https://doi.org/10.18097/BMCRM00128
Выпуск
Том 3 № 2 (2020)
Раздел
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

Библиографические ссылки

  1. Kim, E., Magen, A., Ast, G. (2007) Different levels of alternative splicing among eukaryotes. Nucleic Acids Res., 35, 125. DOI
  2. Zhdanov, D.D., Vasina, D.A., Grachev, V.A., Orlova, E. V., Orlova, V.S., Pokrovskaya, M. V., Alexandrova, S.S., Sokolov, N.N (2017) Alternative splicing of telomerase catalytic subunit hTERT generated by apoptotic endonuclease EndoG induces human CD4 + T cell death. Eur. J. Cell Biol., 96, 653–664. DOI
  3. Zhdanov, D.D., Vasina, D.A., Orlova, E. V., Orlova, V.S., Pokrovskaya, M. V., Aleksandrova, S.S., Sokolov, N.N. (2017) Apoptotic endonuclease EndoG regulates alternative splicing of human telomerase catalytic subunit hTERT. Biochemistry (Moscow), Suppl. Ser. B Biomed. Chem., 11, 154–165. DOI
  4. Zhdanov, D.D., Gladilina, Y.A., Pokrovsky, V.S., Grishin, D. V., Grachev, V.A., Orlova, V.S., Pokrovskaya, M. V., Alexandrova, S.S., Plyasova, A.A., Sokolov, N.N. (2019) Endonuclease G modulates the alternative splicing of deoxyribonuclease 1 mRNA in human CD4+ T lymphocytes and prevents the progression of apoptosis. Biochimie, 157, 158–176. DOI
  5. Zhdanov, D.D., Gladilina, Y.A., Pokrovskaya, M. V., Aleksandrova, S.S., Grishin, D. V., Podobed, O. V., Sokolov, N.N. (2018) Induction of Alternative Splicing and Inhibition of Activity of Telomerase Catalytic Subunit by Apoptotic Endonuclease EndoG in Human T, B, and NK Cells. Bull. Exp. Biol. Med., 164, 478–482. DOI
  6. Vasina, D.A., Zhdanov, D.D., Orlova, E. V., Orlova, V.S., Pokrovskaya, M. V., Aleksandrova, S.S., Sokolov, N.N. (2017) Apoptotic endonuclease EndoG inhibits telomerase activity and induces malignant transformation of human CD4+ T cells. Biochemistry (Moscow), 82, 24–37. DOI
  7. Basnakian, A.G., Apostolov, E.O., Yin, X., Napirei, M., Mannherz, H.G., Shah, S. V. (2005) Cisplatin Nephrotoxicity Is Mediated by Deoxyribonuclease I. J. Am. Soc. Nephrol., 16, 697–702. DOI
  8. Darzynkiewicz, Z., Galkowski, D., Zhao, H. (2008) Analysis of apoptosis by cytometry using TUNEL assay. Methods., 44, 250–254. DOI
  9. Cheranova, D., Gibson, M., Chaudhary, S., Zhang, L.Q., Heruth, D.P., Grigoryev, D.N., Qing, Ye S. (2013) RNA-seq Analysis of Transcriptomes in Thrombin-treated and Control Human Pulmonary Microvascular Endothelial Cells. J. Vis. Exp., 72, 4393. DOI
  10. Zhang, L.Q., Cheranova, D., Gibson, M., Ding, S., Heruth, D.P., Fang, D., Ye, S.Q. (2012) RNA-seq Reveals Novel Transcriptome of Genes and Their Isoforms in Human Pulmonary Microvascular Endothelial Cells Treated with Thrombin. PLoS One., 7, e31229. DOI
  11. Heruth, D.P., Gibson, M., Grigoryev, D.N., Zhang, L.Q., Ye, S.Q. (2012) RNA-seq analysis of synovial fibroblasts brings new insights into rheumatoid arthritis. Cell Biosci., 2, 43. DOI
  12. Trapnell, C., Roberts, A., Goff, L., Pertea, G., Kim, D., Kelley, D.R., Pimentel, H., Salzberg, S.L., Rinn, J.L., Pachter, L. (2012) Differential gene and transcript expression analysis of RNA-seq experiments with TopHat and Cufflinks. Nat. Protoc., 7, 562–578. DOI
  13. Nebert, D.W. (2017) Aryl hydrocarbon receptor (AHR): "pioneer member" of the basic-helix/loop/helix per-Arnt-sim (bHLH/PAS) family of "sensors" of foreign and endogenous signals. Prog. Lipid Res. 67, 38–57. DOI
  14. Von Stechow, L., Typas, D., Carreras Puigvert, J., Oort, L., Siddappa, R., Pines, A., Vrieling, H., van de Water, B., Mullenders, L.H.F., Danen, E.H.J. (2015) The E3 Ubiquitin Ligase ARIH1 Protects against Genotoxic Stress by Initiating a 4EHP-Mediated mRNA Translation Arrest, Mol. Mol. Cell. Biol., 35, 1254–1268. DOI
  15. Buhr, E.D., Takahashi, J.S. (2013) Molecular components of the Mammalian circadian clock. Handb. Exp. Pharmacol., 217, 3–27. DOI
  16. Bruey, J.-M., Bruey-Sedano, N., Luciano, F., Zhai, D., Balpai, R., Xu, C., Kress, C.L., Bailly-Maitre, B., Li, X., Osterman, A., Matsuzawa, S., Terskikh, A. V., Faustin, B., Reed, J.C. (2007) Bcl-2 and Bcl-XL Regulate Proinflammatory Caspase-1 Activation by Interaction with NALP1. Cell., 129, 45–56. DOI
  17. Falsetta, M.L., Foster, D.C., Woeller, C.F., Pollock, S.J., Bonham, A.D., Haidaris, C.G., Phipps, R.P. (2016) A Role for Bradykinin Signaling in Chronic Vulvar Pain. J. Pain., 17, 1183–1197. DOI
  18. Zhivotovsky, B., Orrenius, S. (2005) Caspase-2 function in response to DNA damage. Biochem. Biophys. Res. Commun., 331, 859–867. DOI
  19. Kazuo, M., Sumio, S. (1994) Oligo-capping: a simple method to replace the cap structure of eukaryotic mRNAs with oligoribonucleotides. Gene, 138, 171–174. DOI
  20. Hardin, P.E. (2000) From biological clock to biological rhythms. Genome Biol., 1 (4), reviews1023.1 - reviews1023.5. DOI
  21. Bale, T.L., Vale, W.W. (2004) CRF AND CRF RECEPTORS: Role in Stress Responsivity and Other Behaviors. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol., 44, 525–557. DOI
  22. Peitsch, M.C., Polzar, B., Stephan, H., Crompton, T., MacDonald, H.R., Mannherz, H.G., Tschopp, J. (1993) Characterization of the endogenous deoxyribonuclease involved in nuclear DNA degradation during apoptosis (programmed cell death). EMBO J., 12, 371–377. DOI
  23. Ko, M.S., Lee, U.H., Kim, S. I., Kim, H.J., Park, J.J., Cha, S.J., Kim, S.B., Song, H., Chung, D.K., Han, I.S., Kwack, K., Park, J.W. (2004) Overexpression of DRG2 suppresses the growth of Jurkat T cells but does not induce apoptosis. Arch. Arch. Biochem. Biophys., 422, 137–144. DOI
  24. Lu, L., Barbi, J., Pan, F. (2017) The regulation of immune tolerance by FOXP3. Nat. Rev. Immunol., 17, 703–717. DOI
  25. Ji, S., Xin, H., Li, Y., Su, E.J. (2018) FMS-like tyrosine kinase 1 (FLT1) is a key regulator of fetoplacental endothelial cell migration and angiogenesis. Placenta., 70, 7–14. DOI
  26. Middeldorp, J., Hol, E.M. (2011) GFAP in health and disease. Prog. Neurobiol., 93, 421–443. DOI
  27. Scala, M., Amadori, E., Fusco, L., Marchese, F., Capra, V., Minetti, C., Vari, M.S., Striano, P. (2019) Abnormal circadian rhythm in patients with GRIN1-related developmental epileptic encephalopathy. Eur. J. Paediatr. Neurol., 23, 657–661. DOI
  28. Vizeacoumar, F.J., Arnold, R., Vizeacoumar, F.S., et al. (2013) A negative genetic interaction map in isogenic cancer cell lines reveals cancer cell vulnerabilities1. Mol. Syst. Biol., 9, 696. doi:10.1038/msb.2013.54 DOI
  29. Yasuda, K., Nakanishi, K., Tsutsui, H. (2019) Interleukin-18 in Health and Disease. Int. J. Mol. Sci., 20, E649. DOI
  30. Fu, K., Sun, X., Wier, E.M., Hodgson, A., Liu, Y., Sears, C.L., Wan, F. (2016) Sam68/KHDRBS1 is critical for colon tumorigenesis by regulating genotoxic stress-induced NF-κB activation. Elife, 5, e15018. DOI
  31. Deng, Q., Chen, Y., Yin, N., Shan, N., Luo, X., Yuan, Y., Luo, X., Liu, Y., Liu, X., Qi, H. (2017) The Role of MGAT5 in Human Umbilical Vein Endothelial Cells. Reprod. Sci., 24, 313–323. DOI
  32. Kim, E.K., Cho, Y.A., Seo, M.-K., Ryu, H., Cho, B.C., Koh, Y.W., Yoon, S.O. (2019) NOVA1 induction by inflammation and NOVA1 suppression by epigenetic regulation in head and neck squamous cell carcinoma. Sci. Rep., 9, 11231. DOI:10.1038/s41598-019-47755-8 DOI
  33. Yin, L., Wu, N., Curtin, J.C., Qatanani, M., Szwergold, N.R., Reid, R.A., Waitt, G.M., Parks, D.J., Pearce, K.H., Wisely, G.B., Lazar, M.A. (2007) Rev-erb, a Heme Sensor That Coordinates Metabolic and Circadian Pathways. Science, 318, 1786–1789. DOI
  34. Lertkiatmongkol, P., Liao, D., Mei, H., Hu, Y., Newman, P.J. (2016) Endothelial functions of platelet/endothelial cell adhesion molecule-1 (CD31). Curr. Opin. Hematol, 23, 253–259. DOI
  35. Anandasabapathy, N., Ford, G.S., Bloom, D., Holness, C., Paragas, V., Seroogy, C., Skrenta, H., Hollenhorst, M., Fathman, C.G., Soares, L. (2003) GRAIL: an E3 ubiquitin ligase that inhibits cytokine gene transcription is expressed in anergic CD4+ T cells. Immunity., 18, 535–547. DOI
  36. Berger, A., Sommer, A.F.R., Zwarg, J., Hamdorf, M., Welzel, K., Esly, N., Panitz, S., Reuter, A., Ramos, I., Jatiani, A., Mulder, L.C.F., Fernandez-Sesma, A., Rutsch, F., Simon, V., König, R., Flory, E. (2011) SAMHD1-deficient CD14+ cells from individuals with Aicardi-Goutières syndrome are highly susceptible to HIV-1 infection. PLoS Pathog., 7, e1002425. DOI
  37. Sun, C., Zhang, F., Ge, X., Yan, T., Chen, X., Shi, X., Zhai, Q. (2007) SIRT1 improves insulin sensitivity under insulin-resistant conditions by repressing PTP1B. Cell Metab., 6, 307–319. DOI
  38. Ferré, P., Foufelle, F. (2010) Hepatic steatosis: a role for de novo lipogenesis and the transcription factor SREBP-1c. Diabetes, Obes. Metab., 12, 83–92. DOI
  39. Liu, X., Wang, Y., Chang, G., Wang, F., Wang, F., Geng, X. (2017) Alternative Splicing of hTERT Pre-mRNA: A Potential Strategy for the Regulation of Telomerase Activity. Int. J. Mol. Sci., 18(3), 567 DOI
  40. Sparrer, K.M.J., Gableske, S., Zurenski, M.A., Parker, Z.M., Full, F., Baumgart, G.J., Kato, J., Pacheco-Rodriguez, G., Liang, C., Pornillos, O., Moss, J., Vaughan, M., Gack, M.U. (2017) TRIM23 mediates virus-induced autophagy via activation of TBK1. Nat. Microbiol., 2, 1543–1557. DOI