Моделирование гематоэнцефалического барьера с использованием культур клеток мозга крысы

##plugins.themes.bootstrap3.article.sidebar##

pdf
Опубликован: Jan 21, 2025
DOI: https://doi.org/10.18097/BMCRM00238
Ключевые слова:
гематоэнцефалический барьер; эндотелиоциты; астроциты; перициты; сокультивирование клеток

##plugins.themes.bootstrap3.article.main##

Г.Е. Леонов
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича, 119121, Москва, Погодинская ул., 10
И.В. Вахрушев
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича, 119121, Москва, Погодинская ул., 10
В.Д. Новикова
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича, 119121, Москва, Погодинская ул., 10
Р.Ю. Сарыглар
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича, 119121, Москва, Погодинская ул., 10
К.К. Баскаев
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича, 119121, Москва, Погодинская ул., 10
А.Ю. Лупатов
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича, 119121, Москва, Погодинская ул., 10
И.В. Холоденко
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича, 119121, Москва, Погодинская ул., 10
К.Н. Ярыгин
Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича, 119121, Москва, Погодинская ул., 10

Аннотация

Проницаемость гематоэнцефалического барьера (ГЭБ) для большинства перспективных лекарственных препаратов, предназначенных для лечения заболеваний головного мозга, является серьезным препятствием из-за его высокой селективности. Нейроваскулярная единица, включающая нейроны, интернейроны, астроциты, базальную мембрану, гладкомышечные клетки, перициты, эндотелиоциты и внеклеточный матрикс, формирует анатомически и функционально целостную структуру, обеспечивающую эффективную регуляцию церебрального кровотока. Моделирование ГЭБ in vitro – актуальная задача, имеющая высокую практическую значимость для изучения проникновения терапевтических агентов в мозг. В данной работе представлена модель ГЭБ, состоящая из эндотелиоцитов, перицитов и астроцитов, которая в определенной степени имитирует in vivo слои ГЭБ. Несмотря на некоторые ограничения, такие как неполное соответствие расположения астроцитов, модель демонстрирует высокую экспрессию белков плотных контактов и оптимальные значения TEER монослоя эндотелиоцитов, что делает её пригодной для исследования проницаемости ГЭБ для различных веществ, включая лекарственные препараты и наночастицы.

##plugins.themes.bootstrap3.article.details##

Как цитировать
Леонов G., Вахрушев I., Новикова V., Сарыглар R., Баскаев K., Лупатов A., Холоденко I., & Ярыгин K. (2025). Моделирование гематоэнцефалического барьера с использованием культур клеток мозга крысы. Biomedical Chemistry: Research and Methods, 7(4), e00238. https://doi.org/10.18097/BMCRM00238
Выпуск
Том 7 № 4 (2024): Принято в печать
Раздел
ПРОТОКОЛЫ ЭКСПЕРИМЕНТОВ, ПОЛЕЗНЫЕ МОДЕЛИ, ПРОГРАММЫ И СЕРВИСЫ

Библиографические ссылки

  1. Cherkashova, E. A., Leonov, G. E., Namestnikova, D. D., Solov'eva, A. A., Gubskii, I. L., Bukharova, T. B., Gubskii, L. V., Goldstein, D. V., & Yarygin, K. N. (2020). Methods of Generation of Induced Pluripotent Stem Cells and Their Application for the Therapy of Central Nervous System Diseases. Bulletin of experimental biology and medicine, 168(4), 566–573. DOI
  2. Vasconcelos-dos-Santos, A., Rosado-de-Castro, P.H., Lopes de Souza, S.A., Da Costa Silva, J., Ramos, A.B., Rodriguez de Freitas, G., Barbosa da Fonseca, L.M., Gutfilen, B., Mendez-Otero, R. (2012) Intravenous and intra-arterial administration of bone marrow mononuclear cells after focal cerebral ischemia: Is there a difference in biodistribution and efficacy? Stem Cell Res, 9, 1–8. DOI
  3. Martínez-Garza, D.M., Cantú-Rodríguez, O.G., Jaime-Pérez, J.C., Gutiérrez-Aguirre, C.H., Góngora-Rivera, J.F., Gómez-Almaguer, D. (2016) Current state and perspectives of stem cell therapy for stroke. Med. Univ, 18, 169–180. DOI
  4. Harder, D.R., Zhang, C., Gebremedhin, D. (2002) Astrocytes function in matching blood flow to metabolic activity. News Physiol. Sci., 17, 27-31. DOI
  5. Muoio, V., Persson, P.B., Sendeski, M.M. (2014) The neurovascular unit - concept review. Acta Physiol (Oxf), 210(4), 790-798. DOI
  6. Schaeffer, S., Iadecola, C. (2021) Revisiting the neurovascular unit. Nat. Neurosci., 24(9), 1198-1209. DOI
  7. Yarygin, K.N., Namestnikova, D.D., Sukhinich, K.K., Gubskiy, I.L., Majouga, A.G., Kholodenko, I.V. (2021) Cell therapy of stroke: do the intra-arterially transplanted mesenchymal stem cells cross the blood-brain barrier? Cells, 10(11), 2997. DOI
  8. Helms, H. C., Abbott, N. J., Burek, M., Cecchelli, R., Couraud, P. O., Deli, M. A., Förster, C., Galla, H. J., Romero, I. A., Shusta, E. V., Stebbins, M. J., Vandenhaute, E., Weksler, B., & Brodin, B. (2016). In vitro models of the blood-brain barrier: An overview of commonly used brain endothelial cell culture models and guidelines for their use. Journal of cerebral blood flow and metabolism : official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism, 36(5), 862–890. DOI
  9. Liu, H., Li, Y., Lu, S., Wu, Y., Sahi, J. (2014) Temporal expression of transporters and receptors in a rat primary co-culture blood-brain barrier model. Xenobiotica, 44(10), 941-951. DOI
  10. Perrière, N., Yousif, S., Cazaubon, S., Chaverot, N., Bourasset, F., Cisternino, S., Declèves, X., Hori, S., Terasaki, T., Deli, M., Scherrmann, J.M., Temsamani, J., Roux, F., Couraud, P.O. (2007) A functional in vitro model of rat blood-brain barrier for molecular analysis of efflux transporters. Brain Res, 1150, 1-13. DOI
  11. Nakagawa, S., Deli, M.A., Kawaguchi, H., Shimizudani, T., Shimono, T., Kittel, A., Tanaka, K., Niwa, M. (2009) A new blood-brain barrier model using primary rat brain endothelial cells, pericytes and astrocytes. Neurochemistry international, 54(3-4), 253-263. DOI
  12. Bernas, M.J., Cardoso, F.L., Daley, S.K., Weinand, M.E., Campos, A.R., Ferreira, A.J., Hoying, J.B., Witte, M.H., Brites, D., Persidsky, Y., Ramirez, S.H., Brito, M.A. (2010) Establishment of primary cultures of human brain microvascular endothelial cells to provide an in vitro cellular model of the blood-brain barrier. Nature Protocols, 5(7), 1265-1272. DOI
  13. Weksler, B., Romero, I.A., Couraud, P.O. (2013) The hCMEC/D3 cell line as a model of the human blood brain barrier. Fluids Barriers CNS, 10(1), 16. DOI
  14. Nahon, D.M., Vila Cuenca, M., van den Hil, F.E., Hu, M., de Korte, T., Frimat, J.P., van den Maagdenberg, A.M.J.M., Mummery, C.L., Orlova, V.V. (2024) Self-assembling 3D vessel-on-chip model with hiPSC-derived astrocytes. Stem Cell Reports, 19(7), 946-956. DOI
  15. Gopinadhan, A., Hughes, J.M., Conroy, A.L., John, C.C., Canfield, S.G., Datta, D. (2024) A human pluripotent stem cell-derived in vitro model of the blood-brain barrier in cerebral malaria. Fluids Barriers CNS, 21(1), 38. DOI
  16. Naik, P., & Cucullo, L. (2012). In vitro blood-brain barrier models: current and perspective technologies. Journal of pharmaceutical sciences, 101(4), 1337–1354. DOI
  17. Williams-Medina, A., Deblock, M., & Janigro, D. (2021). In vitro Models of the Blood-Brain Barrier: Tools in Translational Medicine. Frontiers in medical technology, 2, 623950. DOI
  18. Veszelka, S., Tóth, A., Walter, F. R., Tóth, A. E., Gróf, I., Mészáros, M., Bocsik, A., Hellinger, É., Vastag, M., Rákhely, G., & Deli, M. A. (2018). Comparison of a Rat Primary Cell-Based Blood-Brain Barrier Model With Epithelial and Brain Endothelial Cell Lines: Gene Expression and Drug Transport. Frontiers in molecular neuroscience, 11, 166. DOI
  19. Rakocevic, J., Orlic, D., Mitrovic-Ajtic, O., Tomasevic, M., Dobric, M., Zlatic, N., Milasinovic, D., Stankovic, G., Ostojić, M., Labudovic-Borovic, M. (2017) Endothelial cell markers from clinician's perspective. Exp Mol Pathol, 102(2), 303-313. DOI
  20. Morita, K., Sasaki, H., Furuse, M., Tsukita, S. (1999) Endothelial claudin: claudin-5/TMVCF constitutes tight junction strands in endothelial cells. J Cell Biol, 147(1), 185-194. DOI
  21. Rahner, C., Mitic, L.L., Anderson, J.M. (2001) Heterogeneity in expression and subcellular localization of claudins 2, 3, 4, and 5 in the rat liver, pancreas, and gut. Gastroenterology, 120(2), 411-422. DOI
  22. Reyes, J.L., Lamas, M., Martin, D., del Carmen Namorado, M., Islas, S., Luna, J., Tauc, M., González-Mariscal, L. (2002) The renal segmental distribution of claudins changes with development. Kidney Int, 62(2), 476-487. DOI
  23. Morita, K., Sasaki, H., Furuse, K., Furuse, M., Tsukita, S., Miyachi, Y. (2003) Expression of claudin-5 in dermal vascular endothelia. Exp Dermatol, 12(3), 289-295. DOI
  24. Abbott, N.J., Patabendige, A.A., Dolman, D.E., Yusof, S.R., Begley, D.J. (2010) Structure and function of the blood-brain barrier. Neurobiol Dis, 37(1), 13-25. DOI
  25. Butt, A.M., Jones, H.C., Abbott, N.J. (1990) Electrical resistance across the blood-brain barrier in anaesthetized rats: a developmental study. J Physiol, 429, 47-62. DOI
  26. Park, J.S., Choe, K., Khan, A., Jo, M.H., Park, H.Y., Kang, M.H., Park, T.J., Kim, M.O. (2023) Establishing co-culture blood-brain barrier models for different neurodegeneration conditions to understand its effect on BBB integrity. Int J Mol Sci, 24(6), 5283. DOI
  27. Cummins, P.M. (2012) Occludin: one protein, many forms. Mol Cell Biol, 32(2), 242-250. DOI
  28. Metcalf, D.J., Nightingale, T.D., Zenner, H.L., Lui-Roberts, W.W., Cutler, D.F. (2008) Formation and function of Weibel-Palade bodies. J Cell Sci, 121(Pt 1), 19-27. DOI
  29. Ruggeri, Z.M. (2007) The role of von Willebrand factor in thrombus formation. Thromb Res, Suppl 1(Suppl 1), S5-9. DOI
  30. Suidan, G.L., Brill, A., De Meyer, S.F., Voorhees, J.R., Cifuni, S.M., Cabral, J.E., Wagner, D.D. (2013) Endothelial Von Willebrand factor promotes blood-brain barrier flexibility and provides protection from hypoxia and seizures in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 33(9), 2112-2120. DOI
  31. Brozzi, F., Arcuri, C., Giambanco, I., Donato, R. (2009) S100B protein regulates astrocyte shape and migration via interaction with Src kinase: implications for astrocyte development, activation, and growth. J Biol Chem, 284(13), 8797-8811. DOI
  32. Chen, H., Ji, J., Zhang, L., Luo, C., Chen, T., Zhang, Y., Ma, C., Ke, Y., Wang, J. (2024) Nanoparticles coated with brain microvascular endothelial cell membranes can target and cross the blood-brain barrier to deliver drugs to brain tumors. Small, e2306714. DOI
  33. Nitzsche, F., Müller, C., Lukomska, B., Jolkkonen, J., Deten, A., Boltze, J. (2017) Concise Review: MSC adhesion cascade—insights into homing and transendothelial migration. Stem Cells, 35, 1446–1460. DOI
  34. Joó, F. (1996) Endothelial cells of the brain and other organ systems: Some similarities and differences. Prog. Neurobiol, 48, 255–257. DOI
  35. Nakazaki, M., Sasaki, M., Kataoka-Sasaki, Y., Oka, S., Suzuki, J., Sasaki, Y., Nagahama, H., Hashi, K., Kocsis, J.D., Honmou, O. (2019) Intravenous infusion of mesenchymal stem cells improves impaired cognitive function in a cerebral small vessel disease model. Neuroscience, 408, 361–377. DOI